Publications et études

Retrouvez toutes les publications de Scanelis, la liste des articles issus de collaborations scientifiques et les résultats des dernières études Scanelis.

Publications Scanelis et collaborations scientifiques

Vous trouverez ci-dessous la liste des publications scientifiques les plus récentes. Lorsqu’elles sont disponibles n’hésitez pas à les télécharger.

Publications Scanelis

	Maladie de Carré Boucraut-Baralon, C., C. Trumel. 2000. Diagnostic de la maladie de Carré, le choix d’une technique. Le Nouveau Praticien Vétérinaire Août-Septembre-Octobre 2000 : 51-53 Boucraut-Baralon, C. . 2006. Comment diagnostiquer et prévenir la maladie de Carré chez le chien et le furet. Le Nouveau Praticien Vétérinaire canine, féline Hors-série 2006 : 83-87
	Mycobactéries Etienne C.-L., F. Granat, C. Trumel, I. Raymond-Letron, M.-N. Lucas, C. Boucraut-Baralon, J.-L. Pingret, L. Magne, M. Delverdier. 2013. A mycobacterial coinfection in a dog suspected on blood smear. 2013 42/4 : 516-521
	Pathogènes entéritiques Broussou, D., H. Mila, A. Grellet, A.Feugier, C. Mariani, J.-L. Pingret, C. Boucraut-Baralon, S. Chastant-Maillard. 2016. Excretion of canine parvovirus type 2 (CPV-2) during gestation and lactation in bitches and puppies >> Télécharger ce poster Grellet, A., R.M. Heilmann, B. Polack, A. Feugier, C. Boucraut-Baralon, D. Grandjean, N.Grüntzner, J.S. Suchodolski, J.M. Steiner, and S. Chastant-Maillard. 2016. Influence of Breed Size, Age, Fecal Quality, and Enteropathogen Shedding on Fecal Calprotectin and Immunoglobulin A Concentrations in Puppies During the Weaning Period. Journal of Veterinary Internal Medicine 2016. >> Télécharger cet article Grellet, A., S. Chastant-Maillard, A. Feugier, C. Boucraut-Baralon, D. Grandjean, B. Polack. Risk factors of weaning diarrhea in puppies housed in breeding kennels. Prev Veterinary Medecine 117(1) : 260-5 Télécharger cet article
	*Hepatozoon canis* Criado-Fornelio, A., A. Buling , N.A. Cunha-Filho, J.L. Ruas, N.A.R. Farias, C. Rey-Valeiron, J.L. Pingret, M. Etievant, J.C. Barba-Carretero. 2007. Development and evaluation of a quantitative PCR assay for detection of Hepatozoon sp.. Veterinary Parasitology 150 352–356
	Hémoprotozoaires Criado-Fornelio, A., A. Buling, J-L. Pingret, M. Etievant, C. Boucraut-Baralon, A. Alongi, A. Agnone, A. Torina. 2009. Hemoprotozoa of domestic animals in France : Prevalence and molecular characterization. Veterinary Parasitology 159 73–76
	Diagnostic Boucraut-Baralon, C. . 2001. La PCR, un nouvel outil pour le diagnostic des maladies infectieuses chez le chien. Prat Méd Chir Anim Comp 36 : 515-521
	Rétroviroses félines Boucraut-Baralon, C. . 2000. Diagnostic de laboratoire des rétroviroses félines. Le Nouveau Praticien Vétérinaire Juin-Juillet 2000 : 45-47 Boucraut-Baralon, C. . 2006. La vaccination d’un chat infecté par le FIV. Le point vétérinaire, 271 12-13
	Maladies oculaires De Geyer, G., C. Boucraut-Baralon. 2001. Herpesvirus félin-1 et maladies oculaires chez le chat. Prat Méd Chir Anim Comp 36 : 461-471
	Coryza Boucraut-Baralon, C. . 2002. Coryza contagieux félin. Encycl Méd Chir (Editions Scientifiques et Médicales Elsevier SAS, Paris, tous droits réservés), Encyclopédie vétérinaire (Elsevier, Paris), Médecine générale, 1800, 2002, 7p.
	Calicivirose Reynolds, B., C. Boucraut-Baralon. 2006. Diagnostic, traitement et prévention des caliciviroses félines. Le Nouveau Praticien Vétérinaire canine, féline Hors-série 2006 : 61-63 Reynolds, B. H. Poulet, J.-L. Pingret, D. Jas, S.Brunet, C. Lemeter, M.Etievant, C. Boucraut-Baralon. 2009. A nosocomial outbreak of feline calicivirus associated virulent systemic disease in France. Journal Of Feline Medicine and Surgery 11 : 633-644
	Herpèsvirose féline Donzel, E., C. Boucraut-Baralon, S. Mazzucchelli, N. Otero Coves, T. Verite, F. Laguna, J. Piteux, C. Molas, G. Storms, G. Payen, S. Chahory. 2012. Effect of fluorescein and topical anaesthetics on pcr used for the diagnosis of feline herpesvirus related conjunctivitis.
	Parvovirose féline (Typhus / Panleucopénie) Barrault, M-J., D. Rivière, S. Guionie. 2011. Deux cas d’épanchement pleural associés à une infection par le parvovirus félin. Le Point Vétérinaire 319 : 54-58
	Mycobactéries Rivière, D., J.-L. Pingret, M. Etievant, A. Jechoux, D. Lanore, I. Raymond-Letron, C. Corine Boucraut-Baralon. 2011. Disseminated Mycobacterium avium subspecies infection in a cat. Journal Of Feline Medicine and Surgery 13 : 125-128
	NHEO Guerin, J.-L., J. Gelfi, L. Dubois, A. Vuillaume, C. Boucraut-Baralon and J.-L. Pingret. May-2000. A novel polyomavirus (goose hemorrhagic polyomavirus) is the agent of hemorrhagic nephritis enteritis of geese. J Virol 74 : 4523-9. >>Télécharger cet article Lacroux, C., O. Andreoletti, B. Payre, J.-L. Pingret, A. Dissais and J.-L. Guerin. Jun-2004. Pathology of spontaneous and experimental infections by Goose haemorrhagic polyomavirus. Avian Pathol 33 : 351-8. Pingret, J.-L., C. Boucraut-Baralon and J-L. Guérin. 2008. Goose haemorrhagic polyomavirus infection in ducks. Vet Record 2008 162:164. Derzsy et Parvovirus Canard Barbarie Pingret, J.-L., C. Zadjian, S. Lemière et C. Boucraut-Baralon. 2005. Détection des Parvovirus des palmipèdes par PCR en temps réel. Journées de la Recherche Avicole 6 : 423-7. >> Télécharger ce poster et cet article Fontaine, J., C. Facon, M. Castets, X. Banse, O. Albaric, J.-L. Pingret, J.-Y. Douet and J.-L. Guérin. 2009. Necrotizing splenitis in mule ducklings : case report and etiological investigations. XVIth World Veterinary Poultry Association Congress Marrakesh.
	Chlamydiose, BFDV et APV Lafon, S., J.-L. Pingret et C. Boucraut-Baralon. 2005. Real-Time PCR for diagnosis of three common infectious diseases in caged birds : Chlamydophilosis, Beak and Feather Disease and Avian Polyomavirosis. 8th European AAV Conference.
	Mycobactéries Huynh, M., J.-L. Pingret, A. Nicolier. 2014. Disseminated Mycobacterium genavense Infection in a chinchilla. J Comp Pathol 151(1) : 122-5
	Parvovirus des rongeurs Lafon, S., J.-L. Pingret, N. Fiks, C. Médaille et C. Boucraut-Baralon. 2004.Real-Time PCR diagnostic test of rat Parvovirus infections and genetic strain identification - Comparative study with serological patterns. 9th FELASA symposium >> Télécharger ce poster
	Transgéniques Lafon, S., J.-L. Pingret, M. Le Roux, V. Turquois, P.J. Ripoll, C. Boucraut-Baralon.2007. Accurate method for determination of transgene copy number using Real-time PCR in rabbits. 10th FELASA symposium >> Nous contacter pour obtenir ce poster.
	Diagnostic Boucraut-Baralon, C. . 2009. Nouvelle méthode d’investigation, la PCR en dermatologie. Le Nouveau Praticien Vétérinaire canine, féline Juin 2009 : 38-40 Boucraut-Baralon, C. . 2009. La PCR : Choix et réalisation des prélèvements, interprétation des résultats. PratiqueVet 44 : 42-45 Boucraut-Baralon, C. . 2008. La PCR : Intérêt, limites et principales indications. PratiqueVet 43 : 670-673 Boucraut-Baralon, C. . 2006. L’apport des techniques de biologie dans le diagnostic des maladies infectieuses. Le Nouveau Praticien Vétérinaire canine, féline Hors-série 2006 : 83-87 Boucraut-Baralon, C. . 2002. La PCR ou amplification génique. Prat Méd Chir Anim Comp 37 : 303-304 Boucraut-Baralon, C. . 2001. Diagnostic moléculaire - Les techniques PCR et la recherche d’agents pathogènes. Le Nouveau Praticien Vétérinaire Novembre-Décembre-Janvier 2001 : 63-66 Boucraut-Baralon, C. . 2001. La PCR, un nouvel outil pour le diagnostic des maladies infectieuses chez le chien. Prat Méd Chir Anim Comp 36 : 515-521 Boucraut-Baralon, C. . 2001. Diagnostic - Le western blot ou « immunoblotting ». Février-Mai 2001 : 70-72 Trumel, C., C. Boucraut-Baralon. 2001. Analyse et commentaires - Interprétation de la cytologie du lavage bronchoalvéolaire. Le Nouveau Praticien Vétérinaire Novembre-Décembre-Janvier 2001 : 51-52

Collaborations scientifiques

	Cancérologie Lanore, D., D. Rivière, C. Delprat. 2010. Suspicion de piroplasmose chez un bouvier bernois : un diagnostic de sarcome hystiocytaire. L’essentiel 167 24-28. Lanore, D., D.Rivière. 2010. Bilan d’extension du mastocytome cutané canin ; la chimiothérapie est indiquée lors de stade 2. La semaine vétérinaire 1396 32-33.
	Leishmaniose Collignon, C., A. Zahra, L. Guenego, R. Gautier, A. Madelenat. 2009. Pratique médicale et chirurgicale de l’animal de compagnie 44 27-34
	Pathogènes entéritiques Solano-Gallego, L., L. Kidd, M. Trotta, M. Di Marco, M. Caldin, T. Furlanello, E. Breitschwerdt. 2006. Emerging Infectious Diseases Vol 12 (12) : 1985
	Hémobartonelles Beaufils, J-P.. 2012. Anémie hémolytique chez un chien infecté par Mycoplasma haemocanis. Pratique médicale et chirurgicale de l’animal de compagnie 47 43-47

Étude Scanelis : prévalence du H1N1 chez le chat en France

Référence de l’article publié par Scanelis, présentant les résultats de l’étude épidémiologique du H1N1 chez les chats en France :

Vet Rec. 2010 Mar 6 ;166(10):307. Epidemiological survey of H1N1 influenza virus in cats in France.
Pingret JL, Rivière D, Lafon S, Etiévant M, Boucraut-Baralon C.

sur simple demande à contact@scanelis.com, nous aurons le plaisir de vous faire parvenir le fichier PDF de cet article.

Cependant, un cas a été décrit en France fin 2009 (Annonce AFP du Directeur Général de la Santé, Didier Houssin, le 7/12/09 ; mention dans une annonce ProMed du 11/12/09 : INFLUENZA PANDEMIC (H1N1) 2009, ANIMAL (37) - USA (OREGON, CALIFORNIA) FELINE ; article dans la Semaine Vétérinaire n°1385 du 18 décembre 2009, page 16).

Étude Scanelis : toux de chenil

Le laboratoire Scanelis a mené une étude rétrospective sur la prévalence de Bordetella bronchiseptica (Bb), de l’adénovirus canin type II ou adénovirus respiratoire (Cav2) et du pararainfluenza canin (Cpi) dans le syndrome Toux de chenil ou trachéobronchite infectieuse.

138 chiens présentant des signes cliniques évocateurs de Toux de chenil ont été inclus dans cette étude. Des échantillons biologiques de nature variée (cellules oropharyngées, nasales et/ou conjonctivales, liquide bronchoalévolaire ou organes) reçus entre 2001 et 2005 au laboratoire Scanelis ont été analysés par PCR en temps réel pour la détection et la quantification des 3 agents pathogènes précédemment cités.

Les agents pathogènes recherchés ont été considérés comme impliqués dans les signes cliniques observés lorsque les charges virales ou bactériennes étaient significatives.
Au contraire les faibles charges ont été comptabilisées dans la catégorie « Trace vaccinale » ou « Portage asymptomatique » selon l’historique vaccinal de l’animal (date et type de vaccin utilisé).
Ces 2 catégories ont été regroupées dans le tableau ci-dessous :

Prévalence de Bordetella bronchiseptica (Bb), de l’adénovirus canin type II ou adénovirus respiratoire (Cav2) et du pararainfluenza canin (Cpi) dans le syndrome Toux de chenil

Agent(s) pathogène(s)	Animaux positifs	Prévalence
Bordetella bronchiseptica	42	30,4 %
Adénovirus canin type II	4	2,9 %
Parainfluenza canin	2	1,4 %
Bordetella bronchiseptica ET Adénovirus canin type II	3	2,2 %
Bordetella bronchiseptica ET Parainfluenza canin	5	3,6 %
Bordetella bronchiseptica, Adénovirus canin type II ET Parainfluenza canin	1	0,7 %
Trace vaccinale ou portage asymptomatique d’un ou plusieurs de ces agents	31	22,5 %
Aucun de ces 3 agents	50	36,2 %
TOTAL	142

Dans plus de 40 % des cas, au moins un des 3 agents pathogènes d’intérêt peut être considéré comme impliqué dans les signes cliniques observés.
Dans 5,8 % des cas 2 agents expliquent les symptômes et chez un chien Bordetella bronchiseptica, l’adénovirus canin type II et le Parainfluenza canin ont été détectés en quantités significatives.

Prévalence individuelle de Bordetella bronchiseptica (Bb), de l’adénovirus canin type II ou adénovirus respiratoire (Cav2) et du pararainfluenza canin (Cpi) dans le syndrome Toux de chenil

Agent(s) pathogène(s)	Animaux positifs (charge significative)	Prévalence
Bordetella bronchiseptica	51	37,0 %
Adénovirus canin type II	8	5,8 %
Parainfluenza canin	8	5,8 %

De ces 3 agents, Bordetella bronchiseptica est le plus fréquemment impliqué dans les signes cliniques de Toux de chenil. Les deux virus (adénovirus respiratoire et parainfluenza canin) ont une prévalence beaucoup plus faible mais identique.

Prévalence de Bordetella bronchiseptica selon l’âge des animaux suspects de Toux de chenil

	Chiens de moins de 6 mois	Chiens de plus de 6 mois
Négatif	48 (45,7 %)	25 (86,2 %)
Charge significative de Bb	47 (44,8 %)	1 (3,4 %)
Trace vaccinale ou portage asymptomatique	10 (9,5 %)	3 (10,3 %)

Chez près d’1 chien sur 2 suspect de Toux de chenil de moins de 6 mois, Bordetella bronchiseptica est impliquée dans les signes cliniques observés. Au contraire, la bactérie est rarement mise en cause dans le syndrome Toux de chenil chez les chiens de plus de 6 mois (1/29).

D’autres agents infectieux sont décrits comme pouvant être impliqués dans le complexe Toux de chenil (Herpèsvirus canin, Coronavirus, virus de la maladie de Carré...). La prévalence de ces virus fera l’objet d’une prochaine étude.

Étude Scanelis : méningite leishmanienne

Cas clinique : Méningite leishmanienne, à propos de 3 cas
S. CATHELAND (1) , D. RIVIERE (2), C. TRUMEL (3)
(1) Clinique vétérinaire Cabassu, 12 avenue du Prado, 13010 Marseille, Tel : 04 91 37 16 30, catheland@wanadoo.fr
(2) Laboratoire SCANELIS, Allée Charles Cros, 31770 Colomiers, Tel : 05 34 50 50 90, delphine.riviere@scanelis.com
(3) Laboratoire central des cliniques, Ecole Nationale Vétérinaire, 23 chemin des Capelles, 31300 Toulouse, c.trumel@envt.fr

Trois chiennes, Dora épagneul breton de 1,5 ans, Missi et Vanka, deux Border collie respectivement de 5 et 9 ans sont référées en consultation de neurologie à la clinique Cabassu. Dora est présentée pour syndrome algique récidivant, Missi pour hyperthermie et douleurs, Vanka pour tétraparésie.

Le jour de la consultation, Dora ne présente aucune anomalie clinique. Missi présente des douleurs en région thoraco-lombaire et Vanka est tétraparétique.

Des examens tomodensitométriques sont réalisés sur les 3 chiennes. Une adénomégalie abdominale discrète est visualisée pour Missi et Dora. Une méningite est suspectée pour Vanka par renforcement des contours méningés. Des ponctions de liquide cérébro-spinal (LCS) sont réalisées. Les analyses cytologiques révèlent une pleiocytose correspondant à un infiltrat inflammatoire de cellules mononucléées mixte (macrophages et cellules lymphoïdes) ou exclusivement macrophagique pour Missi. Les analyses PCR maladie de Carré, toxoplasmose, neosporose, ehrlichiose et leishmaniose sont demandées. Les tests sont uniquement positifs en leishmaniose pour les 3 LCS. En revanche, les tests sérologiques sur sang sont négatifs pour Dora et Missi (non réalisé chez Vanka).

Un traitement associant prednisolone (1mg/kg/j/5 à 10 jours puis CJA), antimoniate de méglumine (Glucantime®, 100mg/kg/28j) et allopurinol (Zyloric®, 10mg/kg/bid) est mis en place. Une amélioration de l’état général est visible rapidement chez les 3 patients. Une analyse PCR sur LCS est à nouveau réalisée pour un des 3 chiens, 8 jours après le début du traitement mais avec arrêt des corticoïdes depuis 4 jours. Le résultat est négatif. Parallèlement, la cytologie de ce LCS ne montre plus qu’une très légère inflammation granulomateuse avec une nette diminution de la cellularité. (Annexe 1).

Le premier cas de méningite leishmanienne chez le chien a été publié en 1996, depuis les cas décrits sont peu nombreux et concernent surtout le Brésil avec Leishmania chagasi. L’observation de troubles neurologiques concerne moins de 5% des chiens leishmaniens. L. chagasi et infantum ont été retrouvées dans l’encéphale de chiens atteints de leishmaniose viscérale. Les amastigotes semblent s’infiltrer principalement via les jonctions communicantes des plexus choroïdes et de la leptoméninge mais aussi via les capillaires fenêtrés des organes circumventriculaires qui ne possèdent pas de barrière hémato-encéphalique. Cependant, les analyses immunohistochimiques ne mettent pas toujours en évidence la présence de leishmanies dans l’encéphale de chiens présentant des signes neurologiques. Des fragments de leishmanies ou des protéines intracellulaires habituellement non sécrétées, dont l’existence a été démontrée dans des publications récentes, peuvent suffire à engendrer une réponse immunitaire à dominante LT CD3 dans le LCS. L’interrogation demeure sur les charges très faibles de leishmanies détectées par la PCR : les variations de quantités de leishmanies détectées par PCR sont-elles liées à la fois à la quantité et à la qualité des cellules inflammatoires infiltrant le LCS (lymphocytes versus macrophages) ?

Seule l’analyse du LCS permet pour ces trois cas de mettre en évidence la présence de leishmanies. En effet, la cytologie oriente vers un processus inflammatoire et la PCR quantitative permet d’identifier le pathogène. L’ensemble des résultats des examens complémentaires associés à la très bonne réponse au traitement permet d’orienter le diagnostic vers une méningite leishmanienne.

Cependant, des études sur un plus grand nombre de cas permettraient peut-être de comprendre la pathogénie de ces formes séquestrées. De plus, il serait intéressant de mener des études comparatives sur des chiens ne vivant pas en zone endémique afin d’éviter le biais de portage asymptomatique.

Annexe 1

	Epagneul breton Dora	Border collie Missi	Border collie Vanka
Cytologie LCS	Cellularité : 350 /µl - Macrophages lymphocytes 72% - GNN 28%	Cellularité : 45 /µl - Macrophages 98% - GNN 2%	Cellularité : 3600 /µl - Macrophages 51% - Lymphocytes 47% - GNN 2%
PCR avant traitement	LCS : Charge très faible (CTF)	LCS : CTF	LCS : CTF - MO : CTF
PCR après début traitement		Sang : CTF - LCS : négatif - NL périphérique : négatif - MO : négatif	LCS ponctionné dans les jours à venir
Réponse au traitement	Très bonne	Très bonne	Très bonne

Étude Scanelis : PIF ou typhus ?

Courtes Communications congrès AFVAC-FECAVA 2009 et congrès ECVIM 2010 (Delphine Rivière, Scanelis)

Le parvovirus et le coronavirus sont deux virus responsables respectivement chez le chat, de la panleucopénie féline (communément appelé typhus) et de la péritonite infectieuse féline (PIF). L’objectif de cette présentation est de montrer que la parvovirose féline doit faire partie au même titre que la PIF du diagnostic différentiel des épanchements abdominaux macroscopiquement jaune citrin chez le jeune chat.

Matériel et méthode

Une analyse parvovirus par PCR quantitative est réalisée sur des épanchements abdominaux macroscopiquement jaune citrin et prélevés sur des patients suspects de PIF. Les analyses coronavirus réalisées par la même technique et demandées en première intention par les vétérinaires étaient négatives ou très faiblement positives.

Résultats

Epidémiologie : Sacré de Birmanie mâle de 8 mois, Européen femelle de 3 mois, Européen femelle de 6 mois, Européen mâle de 2 mois.
Symptômes généraux : abattement, troubles digestifs (vomissement, diarrhée parfois hémorragique), hypo ou hyperthermie, troubles nerveux (ataxie).
Diagnostic par PCR : les analyses PCR en temps réel mettent en évidence sur les 4 épanchements des charges élevées en parvovirus de l’ordre de 10⁶ à 10⁸ copies de virus par mL d’épanchement. Parallèlement, les quantités en coronavirus sont très faibles (1 chat sur 4) ou inférieures au seuil de détection (111 copies de séquence cible par analyse).
Les analyses PCR réalisées également pour 2 des chats sur des écouvillons rectaux confirment la parvovirose, avec des charges élevées en parvovirus (de l’ordre de 10⁸ à 10¹⁰ copies de virus par prélèvement).

Discussion

L’aspect macroscopique jaune citrin avec présence ou non de fibrine d’un épanchement abdominal, associé à un contexte épidémiologique en faveur (chaton d’élevage, certaines races dont les Sacrés de Birmanie…) est évocateur chez le chaton d’une forme humide de PIF. Cependant une parvovirose (typhus du chat) peut entrainer les mêmes signes cliniques.
Ces cas permettent également d’illustrer l’intérêt de la PCR en temps réel par rapport à la PCR classique. En effet, un résultat qualitativement positif en coronavirus sur un épanchement abdominal, même dans un contexte de forte suspicion clinique n’est pas pathognomonique de PIF. La détection d’une faible quantité de virus par la méthode de la PCR quantitative permet de mettre en doute l’hypothèse de PIF et amène donc à rechercher une autre cause.

Conclusion

La panleucopénie féline est loin d’être rare et doit être suspectée sur des animaux dont le statut vaccinal est inconnu ou incomplet. Son diagnostic est d’autant plus important que le risque de contamination, les traitements et le pronostic sont différents pour ces deux maladies.

Étude Scanelis : sur les traces de la PIF

Conférence AFVAC 2008, Strasbourg (Corine Boucraut-Baralon, Scanelis)

L’infection par les coronavirus félins est aujourd’hui très répandue dans les collectivités félines. Si répandue même que beaucoup d’éleveurs se posent des questions quant à l’intérêt de son dépistage par rapport au risque réel - assez faible, de voir apparaître des cas de Péritonite Infectieuse Féline (PIF), dans la mesure où aucune méthode de dépistage n’a de valeur prédictive sur le devenir de l’infection et que le coût de ce dépistage n’est pas négligeable.
Cependant, ce nombre de cas de PIF, même s’il représente un faible pourcentage des chats infectés par des coronavirus, est en augmentation constante et il est toujours très difficile de gérer pour un éleveur le diagnostic de la maladie chez un de ses chatons, que ce soit chez lui ou plus souvent dans les semaines ou les mois qui suivent la vente.
Les cas de PIF vont apparaître chez des animaux qui ont été infectés par un coronavirus entéritique banal, souvent dans les semaines qui suivent la naissance (une infection massive étant probablement un facteur de risque important). Cette infection est un facteur nécessaire mais pas suffisant : le stress est également un facteur majeur tout comme la susceptibilité individuelle (prédisposition génétique fortement suspectée). L’hypothèse scientifique la plus fréquemment avancée est que les coronavirus dits « entéritiques » (encore trouvé sous la dénomination FECV dans la littérature anglo-saxonne) pas ou très peu pathogènes peuvent subir des modifications génétiques qui auront pour conséquence l’apparition de virus hautement pathogènes (FIPV), capables de se répliquer à un niveau élevé dans les monocytes et macrophages et de provoquer l’apparition de lésions très caractéristiques dans certains organes.

Pathogénie de l’infection

Classiquement on distingue deux biotypes du virus : les coronavirus entéritiques qui infectent principalement les cellules épithéliales du tube digestif, qui sont peu ou pas pathogènes et les coronavirus pathogènes responsables de la péritonite infectieuse féline qui provoquent une infection systémique et se répliquent principalement dans les monocytes sanguins et les macrophages.
Cette dichotomie est assez théorique puisque les coronavirus qualifiés d’entéritiques sont également responsables d’infections systémiques même si leur réplication dans les monocytes et macrophages est limitée.
Après une primo-infection, un pic d’excrétion virale est observé dans les fèces une semaine après une infection des chats SPF (Specific pathogen free) par voie fécale-orale (souche entéritique administrée par voie orale).
Ces animaux restent asymptomatiques ou présentent une diarrhée transitoire.
Le niveau de portage est plus élevé chez les chatons que chez les chats adultes et reste élevé pendant 2 à 10 mois. Puis trois profils sont observés en fonction des animaux :

un portage persistant (au minimum 9 mois) : le virus est excrété en quantité importante et de façon quasi continue
un portage intermittent : le niveau d’excrétion est moindre et il y a une alternance entre phases d’excrétion et phases de non excrétion
un portage transitoire : les animaux cessent totalement d’excréter le virus au bout de 5 à 19 mois, le niveau d’excrétion est plus faible que dans les deux catégories précédentes.

Lorsque ces chats sont ré-infectés, s’ils excrétaient le virus à ce moment là, il n’y a aucun changement dans le niveau d’excrétion et si ils n’excrétaient plus, tout se passe comment lors de la première infection.
Dans la population de chat étudiée, il n’a été observé aucun effet de la gestation, de la lactation ou d’un traitement par les corticoïdes sur le niveau d’excrétion ou l’excrétion chez des chats n’excrétant plus.
Source : Pedersen NC et al, 2008, Pathogenesis of the feline enteritic coronavirus excretion, Journal of feline Medicine and Surgery, 10, 529-541.
Une des questions les plus délicates sur la pathogénie de cette maladie concerne les mécanismes permettant d’expliquer pourquoi un virus pas ou peu pathogène peut être à l’origine d’une maladie mortelle chez certains animaux.
Une modification du tropisme du virus a été mise en cause, probablement liée à l’apparition de mutations sur le génome du virus. Cependant certaines de ces mutations caractérisées il y a quelques années ne se sont pas avérées spécifiques des souches pathogènes du virus et ont pu être mises en évidence sur des virus hébergés par des animaux totalement asymptomatiques. Plus qu’un changement radical de tropisme (sensibilité particulière des monocytes et macrophages), c’est plutôt une différence dans le niveau de réplication du virus dans les cellules macrophagiques qui est observée. En effet les quantités de virus retrouvés dans les tissus des animaux malades sont très supérieures à celles que l’on retrouve chez des animaux sains.
A l’heure actuelle, il n’y a donc pas de preuve formelle de l’existence de ces mutations bien que cette explication soit la plus probable.
Par ailleurs, en parallèle de cette modification de tropisme cellulaire, la réponse immunitaire de l’animal semble inadaptée puisque les cellules infectées ne sont pas détruites par le système immunitaire. Ainsi il a été démontré que des cellules macrophagiques infectées par le virus internalisent les antigènes viraux en présence d’anticorps spécifiques, et ne sont pas reconnues comme infectées par le système immunitaire. Ce phénomène semble spécifique à ce type cellulaire et pourrait expliquer au moins en partie le phénomène d’échappement du virus vis-à-vis du SI, la longue durée d’incubation et la persistance de l’infection.
Le risque de voir la maladie apparaître chez un chat infecté est assez faible et augmente avec la taille de l’effectif dans lequel l’animal évolue (entre 5 et 15% des animaux infectés vont développer la maladie). Les autres facteurs de risque sont le stress (également lié à la taille de l’effectif mais également chirurgie, changement de propriétaire, saillie, exposition…) qui est un élément déclenchant majeur.
En revanche il n’existe pas de test prédictif permettant de détecter parmi les animaux infectés ceux qui vont développer la maladie. Le risque semble maximal dans les 6 mois qui suivent la primo-infection (sur 100 cas de PIF humide, 70% concernent des animaux d’un an ou moins d’un an, source Scanelis).
Par ailleurs la maladie en elle-même n’est pas ou très peu contagieuse.

Dépistage et diagnostic : un problème complexe

Le dépistage (collectif ou individuel) permet de savoir si un effectif est contaminé ou non par le coronavirus. Si le dépistage révèle une absence d’infection (cas de faibles effectifs en particulier), il est important pour l’éleveur de maintenir ce statut et donc d’éviter tout contact avec des animaux porteurs de coronavirus mais également d’alerter les acheteurs sur le risque encouru par un animal négatif qui serait mis en contact d’animaux excréteurs de coronavirus. De nombreux cas de PIF sont décrits chez ces animaux qui, après une primo-infection par un coronavirus entéritique banal et à la faveur d’un stress (changement de milieu par exemple), vont développer souvent rapidement la maladie, pouvant faire penser qu’il vaut finalement mieux vivre avec du coronavirus dans son élevage plutôt que sans.
Si l’effectif est contaminé (c’est-à-dire dans la plupart des cas), il est possible de limiter la circulation de virus en groupant les animaux en fonction de leur statut. Le dépistage des reproducteurs en particulier, bien que coûteux, permet de connaître le statut individuel de chaque animal et en particulier

d’isoler les animaux fortement excréteurs et les excréteurs chroniques (et surtout éviter le contact avec de très jeunes animaux)
de sélectionner les animaux plutôt résistants à l’infection (animaux séronégatifs ou excrétant pas ou peu de virus alors qu’ils vivent au contact d’animaux fortement contaminés).
Ce dépistage paraît nécessaire au moins dans les effectifs où plusieurs cas de PIF ont été signalés (importance du diagnostic de certitude de ces cas de PIF). La pression infectieuse est en général élevée dans ces collectivités. De plus certaines lignées semblent prédisposées génétiquement.
De façon générale, le dépistage est également important pour gérer l’introduction d’un nouvel animal dans l’effectif ou les saillies extérieures qui sont deux facteurs de risque d’introduction du virus.

Les moyens du dépistage
Deux grands types de moyens sont disponibles. Ils sont complémentaires.
Méthodes indirectes
La sérologie permet de détecter la présence d’anticorps dirigés contre les coronavirus quels qu’ils soient. Un animal infecté se positive en 15 jours à 1 mois après l’infection la plupart du temps. L’excrétion du virus précède la séroconversion. Quelques cas d’absence de séroconversion sur le long terme ont cependant été décrits chez des animaux infectés et porteurs de virus.
En France, de nombreux tests sont mis à disposition des vétérinaires pour ce dépistage :
* Tests rapides d’immuno-migration (tests qualitatifs). A noter que la dénomination de test PIF a été abandonnée. Le seul test commercialisé à l’heure actuelle (et à compter du mois de Décembre 2008) est le ®Speed F coronavirus de Biovetotest.
* Immunofluorescence (tests quantitatifs) : différents laboratoires proposent ce test mais les méthodes varient en fonction des laboratoires
* ELISA (tests quantitatifs ou qualitatifs selon les labos) : là encore les méthodes diffèrent en fonction du laboratoire.
Il est très difficile voire impossible de comparer les résultats venant de différents laboratoires, tout particulièrement les résultats quantitatifs, y compris si ils ont été obtenus avec la même technique. Même les seuils de positivité peuvent varier (un titre considéré comme faiblement positif dans un labo peut être considéré comme négatif dans un autre). Les résultats obtenus dans les études publiées sont également difficilement transposables pour les mêmes raisons.
Le test d’immuno-migration est légèrement moins sensible que les tests effectués en laboratoire et la méthode ELISA est la plus sensible.
Ces méthodes ont l’avantage d’être peu coûteuses et sont intéressantes pour évaluer l’infection dans une collectivité. Cependant elles ne permettent pas de connaître avec précision le statut d’excréteur de l’animal et en particulier de détecter les excréteurs chroniques, dont les titres sérologiques ne sont pas toujours différents de certains chats porteurs transitoires. Des animaux ayant éliminé le virus peuvent ainsi rester séropositifs plusieurs semaines voire plusieurs mois, de même que des animaux récemment contaminés peuvent être séronégatifs. Lors de contamination expérimentale ou naturelle, il a été montré que certains animaux ne présentent pas de séroconversion alors qu’ils excrètent du virus. Il existe cependant globalement une corrélation entre la séropositivité et l’excrétion virale. Même si il semble exister une corrélation entre le titre en anticorps et la persistance de l’infection, il n’est pas possible de déterminer précisément le statut d’excréteur d’un animal sur la base d’un résultat sérologique isolé. Certains animaux avec des titres élevés peuvent après isolement voir leur titre en anticorps baisser fortement alors que d’autres, infectés chroniques, présentent toujours des titres élevés après séparation. Il est donc difficile de corréler la quantité de virus excrété et le titre sérologique, surtout au vu de la multitude des tests pratiqués en France. D’où l’intérêt des méthodes de détection directe du virus.

Méthodes directes
Afin de déterminer le statut individuel d’un animal, il est possible de rechercher directement par PCR (RT-PCR) le génome des coronavirus dans les fèces. Cette méthode est très sensible et permet donc de détecter de très faibles quantités de virus. Une information qualitative présente un intérêt limité sur une analyse ponctuelle dans la mesure où beaucoup d’animaux sont positifs, certains pouvant excréter des quantités très importantes de virus (jusqu’à 1016 particules virales dans un écouvillon rectal) et d’autres très peu. Pour confirmer qu’un chat détecté positif auparavant, n’excrète plus de virus, il est nécessaire d’obtenir plusieurs résultats négatifs sur quelques semaines. Pour évaluer le statut d’excréteur chronique, il faut donc renouveler les analyses sur plusieurs mois, ce qui est difficilement réalisable en pratique étant donné le coût. Des méthodes quantitatives ont été développées (real-time RT-PCR), permettant de déterminer le niveau d’excrétion du virus dans les fèces. Plusieurs études ont montré une corrélation entre la charge virale excrétée et la fréquence de l’excrétion, les animaux excréteurs chroniques étant également ceux qui excrètent les quantités les plus importantes de virus en permanence. Sur le plan épidémiologique, ces animaux sont donc particulièrement dangereux. Dans un effectif, les excréteurs chroniques représentent souvent un très faible pourcentage des animaux, il est donc assez simple une fois qu’ils ont été détectés de les isoler et de les exclure de la reproduction. Pour déterminer le statut d’excréteur chronique d’un chat adulte, il est recommandé de tester l’animal une première fois et si la charge virale est importante, de le tester à nouveau 1 à 3 mois plus tard. Si la charge n’a pas évolué, il est probable que l’animal soit un excréteur chronique. Ces analyses sont réalisées par PCR en temps réel.
En revanche, la réalisation d’analyses PCR quantitatives chez de très jeunes animaux (chez lesquels la primo-infection est récente) n’apportera pas nécessairement des informations très pertinentes car chez ces animaux, les charges virales lors de primo-infection sont plus importantes que celles que l’on peut retrouver sur des adultes et elles peuvent évoluer rapidement. Une charge virale très élevée à 2 ou 3 mois n’a pas de valeur prédictive sur l’apparition de la maladie, ni même sur le statut futur de porteur chronique.
La méthode de détection des antigènes sur biopsies ou organes est réservée au diagnostic de la maladie et est encore peu utilisée en France.

Pratique du dépistage et conduite d’élevage

La conduite d’élevage et les mesures préventives sont évidemment très importantes. Le dépistage n’est qu’un outil qui permet de prendre les décisions et de mettre en œuvre les mesures les plus adaptées à la situation épidémiologique d’un élevage mais également de vérifier l’efficacité de ces mesures.
Par exemple la pratique du sevrage précoce donne des résultats assez contradictoires en fonction des études. Il semble que le sevrage précoce soit plus efficace dans les petits effectifs (moins de 6 chats) et lorsque la pression infectieuse est faible. Ainsi des mesures de sevrage précoce qui peuvent être très efficaces dans un élevage ne le seront pas forcément dans un autre (d’après certaines études, en milieu très infecté les chatons peuvent se contaminer à 2 semaines, notamment si ils naissent de mères porteuses chroniques). Il est donc intéressant de vérifier l’efficacité du sevrage précoce en réalisant des tests sérologiques (à 3 mois les chatons doivent être séronégatifs) et éventuellement des tests RT-PCR.
Connaître le statut de son élevage vis-à-vis du coronavirus (sérologies régulières, RT-PCR quantitatives) peut donc être utile pour hiérarchiser les priorités. En effectif très contaminé et notamment si des cas de PIF ont été diagnostiqués, il peut être très efficace de séparer, voire de sortir de l’élevage les quelques animaux excréteurs chroniques (en général 10-15% de l’effectif) afin de limiter la pression infectieuse. Si le niveau de contamination est globalement faible, il est nécessaire de surveiller tout particulièrement les nouvelles introductions.
Les tests présentent tout leur intérêt pour l’introduction d’un nouvel animal dans un effectif. Celui-ci devrait être isolé pendant au minimum 1 mois et deux tests sérologiques devraient être réalisés en début et fin de quarantaine pour s’assurer du statut négatif de l’animal. Si l’élevage est négatif, il est important de vérifier l’absence d’excrétion virale par RT-PCR. Si un animal positif doit être introduit dans un effectif déjà contaminé, le niveau d’excrétion de cet animal doit être évalué afin d’apprécier le risque d’introduction. Ce qui est difficile en pratique pour les animaux introduits très jeunes.
Les recherches de virus dans le sang par RT-PCR n’ont aucun intérêt en dépistage. En effet beaucoup d’animaux porteurs de coronavirus seront négatifs dans le sang, en particulier les adultes. Par ailleurs un résultat positif n’est pas un facteur prédictif de l’apparition de la maladie.

Intérêts des tests sérologiques et virologiques pour le diagnostic de la PIF

Ces tests de dépistage n’étant pas spécifiques des FIPV, il n’est pas recommandé de les utiliser en première intention. Cependant lorsque les éléments cliniques, hématologiques et biochimiques sont très en faveur d’une PIF ou lorsque l’examen histopathologique ne permet pas de conclure avec certitude, la RT-PCR peut apporter des informations complémentaires pertinentes (notamment recherche du virus dans certains organes comme foie ou rein ou dans les liquides d’épanchement).
La sérologie est très peu informative en raison du risque de faux positif liée à une infection par les coronavirus entéritiques bénins (cas des chats vivants en collectivité en particulier) et du risque de faux négatif (dans les formes humides notamment). Seuls des titres sérologiques très élevés sur des chats de particuliers peuvent être considérés comme ayant une valeur diagnostique. L’intérêt de la RT-PCR est assez controversé car cet examen est considéré comme trop sensible et à l’origine de nombreux faux positifs. Les études réalisées difficilement comparables car utilisant des méthodes différentes donnent des résultats assez contradictoires.
Il apparaît qu’une fois encore, la RT-PCR quantitative est plus intéressante que la RT-PCR conventionnelle puisqu’elle permet d’interpréter le résultat de façon plus fine.
Dans les formes humides, la présence de quantités importantes de virus dans le liquide d’épanchement a une bonne valeur diagnostique alors qu’une faible charge virale peut être rencontrée dans certaines pathologies inflammatoires comme les pancréatites, certaines cholangio-hépatites ou encore certaines formes de panleucopénie.
Dans les formes sèches « localisées » comme les formes nerveuses ou oculaires, le virus sera recherché préférentiellement dans le LCR ou l’humeur aqueuse.
Dans les autres formes sèches, la recherche du virus dans le sang total prélevé au moment des pics d’hyperthermie, surtout si elle est associée à une recherche quantitative dans les fèces est très informative. Car même si de faibles quantités de virus peuvent être retrouvées dans le sang de certains animaux porteurs de coronavirus en particulier au moment de la primo-infection, la virémie est plus importante lors de PIF. De plus dans le premier cas, les charges fécales sont extrêmement élevées, ce qui n’est pas le cas lors de PIF.
Dans une étude récente réalisée à l’université d’Utrecht, la sensibilité de la RT-PCR sur les cellules sanguines a été évaluée à 93% (méthode de référence : examen anatomo-pathologique). Dans une étude sur 35 cas confirmés par l’examen anatomo-pathologique réalisée chez Scanelis, la sensibilité était de 94%. Plusieurs études sur des populations importantes d’animaux asymptomatiques ou atteints de PIF ont montré que la spécificité diagnostique de l’analyse est supérieure ou égale à 94% selon le test utilisé.
La recherche du virus peut également être réalisée sur des biopsies de rein ou de foie, une charge virale importante est en effet retrouvée dans ces organes chez les animaux développant une PIF. Sur ces organes, la recherche d’antigènes est considérée comme une méthode de référence car très spécifique (mais cependant peu sensible).
La PCR peut donc s’avérer un outil très intéressant pour confirmer un diagnostic de PIF mais son utilisation n’exclue pas une démarche diagnostique rigoureuse, qui peut permettre souvent d’exclure la PIF sans avoir recours à cet examen complémentaire. Il est important également d’utiliser des tests RT-PCR parfaitement validés afin de s’assurer que la spécificité et la sensibilité sont optimales sur les prélèvements analysés, ces paramètres varient en effet beaucoup avec le test et le volume de prélèvement analysé.
Le dépistage de l’infection par les coronavirus est un sujet difficile. Quel outil, à quel moment et à quelle fréquence sont des questions récurrentes auxquelles il n’est pas facile de répondre de façon univoque. Le contexte épidémiologique (taille de l’élevage, cas de PIF, possibilité de séparer les animaux) mais également l’évaluation du rapport coût – bénéfice, très difficile à apprécier, sont autant de facteurs qui entrent en jeu dans la stratégie de prévention de la PIF.
Cette prévention passe avant tout par la recherche et l’isolement des porteurs chroniques de virus, peu nombreux, qui jouent un rôle majeur dans la transmission de l’infection aux jeunes et donc constitue un facteur de risque important d’apparition de cas de PIF. La méthode de RT-PCR quantitative permet de rechercher ces porteurs chroniques avec des protocoles moins lourds que la RT-PCR conventionnelle.
Mais les analyses ne font pas tout, elles doivent être accompagnées de mesures visant à limiter la source non animale de virus, constituée essentiellement par les litières qui doivent être nombreuses, nettoyées et désinfectées très régulièrement.

Quelques références bibliographiques récentes pour en savoir plus

+ d’infos sur le diagnostic de coronavirose féline par RT-PCR en temps réel

Étude Scanelis : diagnostic de la maladie aléoutienne chez le furet par PCR en temps réel

Courte Communication AFVAC-FECAVA 2009 (S. LAFON, Scanelis)

Introduction

La maladie aléoutienne est causée par un parvovirus, l’Aleutian Disease Virus (ADV).
Chez le furet, l’infection à ADV provoque la formation de complexes immuns qui peuvent causer des défaillances organiques multiples exprimées par une maladie chronique débilitante et/ou des signes neurologiques. Les signes sont donc non spécifiques de la maladie.
Selon la littérature, l’infection peut également être asymptomatique.
Pour répondre à la demande croissante de diagnostic de l’infection par l’ADV chez le furet, le laboratoire Scanelis a développé un test de PCR en temps réel permettant la détection directe de l’agent pathogène.

Matériel et Méthodes

Une étude a été réalisée sur des échantillons prélevés sur 179 furets, reçus au laboratoire Scanelis (sang, LCR, organes et écouvillons rectaux).
Ont été testés par PCR en temps réel ADV :
89 furets malades, suspects de différentes pathologies infectieuses (Maladie de Carré, Toxoplasmose, Néosporose, Mycobactériose), pour lesquels les recherches correspondantes étaient négatives,
28 furets atteints de maladie de Carré (diagnostic par PCR en temps réel, Scanelis), dont 6 avec des troubles neurologiques
54 furets sans commémoratifs cliniques,
13 furets sains.

Résultats

Seize des 89 furets présentant des signes cliniques et négatifs aux tests initialement demandés, étaient positifs en PCR ADV : 8 présentaient des symptômes neurologiques et 5 des signes généraux (3 sans information).
Etaient négatifs au test PCR en temps réel ADV :
32 furets atteints de troubles neurologiques (et négatifs aux tests initialement demandés),
les 28 furets atteints de maladie de Carré,
les 54 furets au statut clinique inconnu,
les 13 furets asymptomatiques.

Discussion

Huit des 46 furets atteints de signes neurologiques étaient positifs au test PCR ADV, permettant d’estimer la prévalence et le rôle de cet agent pathogène dans ces pathologies.
La maladie aléoutienne doit donc faire partie du diagnostic différentiel des affections à prédominance neurologique chez le furet.

Chez 28 furets atteints de maladie de Carré, aucune co-infection par l’ADV n’a été mise en évidence.

Aucune infection à ADV n’a été détectée chez les animaux sains ou au statut clinique inconnu. Ainsi, les données obtenues au cours de cette étude n’ont pas permis de confirmer que le furet peut être infecté par l’ADV sans exprimer de symptômes évoquant la maladie aléoutienne.
Le seuil de détection de ce test a été évalué selon les recommandations de la Pharmacopée européenne. La sensibilité du test est très bonne et n’est donc pas remise en cause dans l’absence de détection de virus chez les furets asymptomatiques, chez qui, si du portage asymptomatique existe, on peut présumer la présence de très faibles charges virales.

Ces furets porteurs sains pourraient cependant constituer une source d’infection en collectivité. Il apparaît donc nécessaire de poursuivre ces investigations sur un plus grand nombre d’animaux asymptomatiques.
Si du portage sain est finalement constaté, la comparaison des charges virales détectées chez les animaux avec et sans signes cliniques devrait souligner l’importance de l’utilisation d’une technique quantitative, telle que la PCR en temps réel, pour l’interprétation du résultat et l’élaboration du diagnostic.

Étude Scanelis : affections respiratoires et oculaires félines

Afin d’étudier la prévalence de l’infection des agents infectieux classiquement impliqués dans les troubles oculo-respiratoires chez le chat, Scanelis a mené une étude durant l’hiver 2009-2010.
Des analyses systématiques ont été réalisées sur des prélèvements oro-pharyngés ou oculaires sur 98 chats : l’herpèsvirus félin, le calicivirus félin, Chlamydophila felis, Bordetella bronchiseptica et le virus Influenza H1N1 ont été recherchés par PCR en temps réel chez des chats atteints de troubles oculaires et/ou respiratoires aigus.

Les résultats de cette étude ont été présentés lors du congrès annuel du GEMI qui s’est tenu à Avignon en Avril 2010 :

Prévalence de l’infection par l’herpèsvirus félin, le calicivirus félin, Chlamydophila felis, Bordetella bronchiseptica et le virus Influenza H1N1 chez des chats atteints de troubles oculaires et/ou respiratoires aigus durant la période hivernale 2009-2010 en France

C. Boucraut-Baralon, D. Rivière, S. Lafon, M. Etiévant et J.L. Pingret

Afin d’étudier la prévalence de l’infection des agents infectieux classiquement impliqués dans les troubles oculo-respiratoires chez le chat, des analyses systématiques ont été réalisées sur des prélèvements oro-pharyngés ou oculaires sur 98 chats durant la période s’étendant du 10 Novembre 2009 au 15 Janvier 2010.
Le choix de cette période a été justifié par le fait qu’elle correspondait en France au pic épidémique de la grippe à influenza H1N1 chez l’homme, ce qui a permis d’étudier en parallèle la fréquence de l’infection dans l’espèce féline dont la sensibilité au virus grippal H1N1 a été prouvée (cas décrits aux USA et en Europe).

Matériel et Méthodes

98 échantillons prélevés sur des chats présentant des signes respiratoires et/ou oculaires aigus (moins de 15 jours d’évolution) ont été analysés par PCR ou RT-PCR temps réel pour le FHV (herpèsvirus félin), le FCV (calicivirus félin), Chlamydophila felis, Bordetella bronchiseptica et le virus de la grippe H1N1.

Résultats

65% des chats présentant des signes oculaires et/ou respiratoires aigus sont porteurs d’au moins un agent infectieux parmi ceux recherchés. 30% des chats sont porteurs de FHV, 30% sont porteurs de calicivirus, 20% sont porteurs de Chlamydophila et 7% de Bordetella.
Des co-infections avec au moins deux agents infectieux parmi ceux recherchés sont trouvées chez 30% des chats positifs pour au moins un agent infectieux, les co-infections les plus fréquentes étant les co-infections herpes virus calicivirus (8% des chats positifs pour au moins un agent infectieux). Des coinfections herpèsvirus / calicivirus / Bordetella sont retrouvées chez 3 % des chats.
La prévalence des infections varie de façon importante en fonction de la nature des signes cliniques : ainsi l’infection par Chlamydophila n’est pas mise en évidence chez les animaux ne présentant pas de signes oculaires mais elle est détectée chez 25% des chats présentant des signes oculaires aigus sans signes respiratoires. L’infection par Bordetella bronchiseptica est toujours associée à la présence de signes respiratoires et les co-infections FHV-FCV sont associées systématiquement à la présence de signes à la fois respiratoires et oculaires. L’infection isolée par le FCV est 3 fois plus fréquente chez les animaux ne présentant que des signes respiratoires par rapport aux animaux ne présentant que des signes oculaires.
Enfin aucun des chats testés n’était porteur du virus H1N1 ce qui confirme une prévalence probablement très faible de l’infection chez le chat durant le pic épidémique chez l’homme.

Discussion

Cette étude confirme l’importance des infections virales dans l’étio-pathogénie des troubles oculaires et respiratoires aigus chez le chat. Chlamydophila felis n’est pas impliquée dans l’étiologie de troubles respiratoires mais cette bactérie est l’agent le plus fréquemment isolé lors de troubles oculaires aigus. Enfin Bordetella bronchiseptica qui est pourtant rarement recherchée chez le chat est détectée chez 7% des animaux (11% des animaux positifs) en association ou non avec les agents viraux. Elle est pourtant associée à des troubles graves et à une mortalité importante chez le chaton et devrait donc être plus fréquemment recherchée.

A lire à ce sujet

Vet Rec. 2005 May 21 ;156(21):669-73. Factors associated with upper respiratory tract disease caused by feline herpesvirus, feline calicivirus, Chlamydophila felis and Bordetella bronchiseptica in cats : experience from 218 European catteries.
Helps CR, Lait P, Damhuis A, Björnehammar U, Bolta D, Brovida C, Chabanne L, Egberink H, Ferrand G, Fontbonne A, Pennisi MG, Gruffydd-Jones T, Gunn-Moore D, Hartmann K, Lutz H, Malandain E, Möstl K, Stengel C, Harbour DA, Graat EA. University of Bristol, Bristol BS40 5DU.

A full history of the management practices and the prevalence of upper respiratory tract disease (URTD) at 218 rescue shelters, breeding establishments and private households with five or more cats was recorded. Oropharyngeal and conjunctival swabs and blood samples were taken from 1748 cats. The prevalences of feline herpesvirus (FHV), feline calicivirus (FCV), Chlamydophila felis and Bordetella bronchiseptica were determined by PCR on swab samples. An ELISA was applied to determine the prevalence of antibodies to B. bronchiseptica. The rates of detection by PCR of each pathogen in the cats in catteries with and without ongoing URTD were, respectively, FHV 16 per cent and 8 per cent ; FCV 47 per cent and 29 per cent ; C. felis 10 per cent and 3 per cent ; and B. bronchiseptica 5 per cent and 1.3 per cent ; the seroprevalences of B. bronchiseptica were 61 per cent and 41 per cent, respectively. There was evidence that FHV, FCV and B. bronchiseptica played a role in URTD. The risk factors associated with the disease were less than excellent hygiene, contact with dogs with URTD, and larger numbers of cats in the cattery or household.

Site de l’ABCD (European Advisory Board on Cat Diseases)

Télécharger la fiche « L’infection par Bordetella bronchiseptica »
Voir les recommandations du groupe (version anglaise disponible) sur « Bordetella bronchiseptica infection in cats »

Étude Scanelis : uvéites félines d’origine virale

Les uvéites félines : prévalence de l’infection par les coronavirus, les rétrovirus, l’Herpes virus félin et Toxoplasma gondii dans les prélèvements d’humeur aqueuse évaluée à partir de 91 cas.
C. BOUCRAUT-BARALON, D. RIVIERE et S. LAFON - Scanelis

Les uvéites félines sont fréquentes et peuvent être la première ou la seule manifestation d’une maladie systémique. Les traumatismes, avec ou sans infection bactérienne, les infections virales ou parasitaires et les néoplasmes font partie des étiologies classiques de l’uvéite féline. 91 prélèvements d’humeur aqueuse ont fait l’objet de la recherche systématique des coronavirus félin, du FeLV, du FIV, de l’herpes virus félin et des toxoplasmes par des techniques de PCR temps réel.

Matériel et Méthodes

91 prélèvements d’humeur aqueuse reçus au laboratoire en 2009 et prélevés sur des chats présentant une uvéite isolée ou associée à des signes cliniques extra-oculaires ont été analysés par RT-PCR temps réel pour le coronavirus, le FeLV et le FIV et par PCR pour Toxoplasma gondii et l’herpes virus félin. Pour les prélèvements positifs, une quantification des agents infectieux a été effectuée.

Résultats

Aucun prélèvement ne s’est avéré positif pour la recherche de Toxoplasmes, trois prélèvements étaient positifs pour l’herpes virus félin dont un était également positif pour le coronavirus. Les très faibles charges virales détectées ne permettent pas de conclure avec certitude à une éventuelle implication du FHV dans le développement des signes cliniques observés.
En revanche le coronavirus et le FeLV ont été retrouvés à une fréquence plus élevée. Le coronavirus est l’agent infectieux le plus fréquemment détecté (un tiers des prélèvements) avec le plus souvent des charges virales importantes évoquant une implication de la réplication virale dans la pathogénie de l’uvéite. La moyenne d’âge des chats présentant une uvéite à coronavirus est de 16 mois contre 47 mois pour les chats négatifs et 39 mois pour l’ensemble des animaux inclus dans l’étude. Deux tiers des chats atteints d’une uvéite à coronavirus ont moins de 1 an.
Pour les prélèvements positifs en coronavirus, des signes généraux étaient associés à l’uvéite dans la majorité des cas, l’hyperthermie étant le plus fréquent. Des signes nerveux, digestifs ou respiratoires ainsi que des formes effusives sont également observés. Lorsque des signes extra-oculaires étaient décrits, les autres prélèvements disponibles ont été analysés en parallèle (sang, épanchement, LCR) et se sont également révélés positifs.

Discussion

Si l’uvéite est un signe classiquement décrit dans la péritonite infectieuse féline, aucune donnée n’est actuellement disponible dans la littérature concernant l’intérêt de la recherche du virus directement dans l’humeur aqueuse. Il apparaît que parmi les maladies infectieuses ou parasitaires classiquement impliquées dans la pathogénie des uvéites félines, la PIF est la plus fréquente en particulier chez le jeune chat et qu’elle peut être associée à d’autres infections (FeLV, FIV, FHV). Bien que l’uvéite à coronavirus soit le plus souvent associée à des signes généraux et à une virémie, il existe cependant certains cas d’uvéites isolées à coronavirus sans attente de l’état général, en l’absence de virémie et pour lesquels la mise en place d’un traitement par les gluco-corticoides adapté permet d’obtenir des rémissions longues.

Conclusion

Les infections par Coronavirus félin et le FeLV sont les causes les plus fréquentes d’uvéites d’origine virale chez le chat. La mise en évidence du FHV dans l’humeur aqueuse est rare et le rôle de cet agent reste à préciser. Enfin la prévalence de Toxoplasma gondii évaluée à partir de la recherche du parasite par PCR directement dans l’humeur aqueuse est très faible. Dans notre expérience les quelques cas confirmés (2 cas sur plus de 300 humeurs aqueuses analysées sur les dix dernières années) étaient associés à une parasitémie dans un contexte de toxoplasmose généralisée.

Communication présentée lors du congrès AFVAC 2010

Scanelis, parce que la PCR est une affaire de spécialistes

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